Técnica de diafanización con alizarina para el estudio del desarrollo óseo
DOI:
https://doi.org/10.18041/1900-7841/rcslibre.2015v10n2.1430Palabras clave:
Alizarina, Diafanización, OsificaciónResumen
La diafanización es una técnica anatómica útil para el estudio del desarrollo óseo y dental, así como para la determinación de los centros de osificación en animales vertebrados. El proceso de diafanización se desarrolla en tres etapas: fijación con formaldehido, tinción con rojo de alizarina, corrosión y conservación. En la diafanización se usan diferentes reactivos como la alizarina roja al 0,1% en agua o alcohol etílico, la solución de KOH 2% en agua y glicerina. Una ventaja importante de la diafanización es que los especímenes no son conservados en formaldehido sino en glicerina.
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Referencias
1. Cañizares O, Sarasa N. El paradigma sociomédico cubano: un reto para la enseñanza de la anatomía humana. Rev Cubana Educ Med Super. 2000; 14 (2): 148-54.
2. Cañizares O, Sarasa N. A didactic proposal for the cognitive problems in human anatomy. Educ Med Super. [Internet]; 2004 [acceso 10 septiembre 2015]; 18 (4): 1-1. Disponible en: http://scielo. sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0864- 21412004000400004&lng=es
3. Vásquez R. La evolución de las técnicas morfológicas. La aportación de Pedro Amat. Del individualismo al trabajo en equipo. Salamanca: Ediciones Universidad de Salamanca; 2014.
4. Condemayta D, Condemayta A, Orós O, Medina M. Estudio comparativo de técnicas de conservación anatómica de especímenes de cadáveres ovinos en altura, utilizando soluciones de formol y prives. Rev Investig Altoandin. 2014; 16 (1): 33-8.
5. Arias L. Exploración de la técnica de plastinación en la preparación de modelos anatómicos como material docente para la enseñanza de la morfología humana en la Universidad Nacional de Colombia. [Internet]. Bogotá; 2010. [acceso 16 mayo 2015]. Disponible en: http://www.bdigital.unal.edu. co/8938/1/05599078.2012.pdf
6. Wolff D, Villa P, Neirreitter A, Ruibal C, Ugon G, Salgado G, et al. Estudio comparativo entre soluciones conservadoras con y sin formol en placenta humana. Int J Morphol. 2012; 30 (2): 432-8.
7. Jones DG. The public display of plastinates as a cha- llenge to the integrity of anatomy. Clin Anat. 2016; 29: 46-54. doi:10.1002/ca.22647
8. Pandit S, Kumar S, Mishra BK. Comparative study of anatomical specimens using plastination by araldite HY103, polypropylene resin, 6170H19 Orthocryl and silicone - A qualitative study. Med J Armed Forces India. 2015; 71 (3): 246-53.
9. Riederer BM. Plastination and its importance in tea- ching anatomy. Critical points for long-term preser- vation of human tissue. J Anat. 2014; 224 (3): 309-15.
10. Duque J, Díaz J. El formol su génesis, normas, aplica- ciones e incidencia sobre la salud humana. Medicina UPB (Medellín). 1999; 18 (1): 35-46.
11. Muñetón C, Ortiz J. Conservación y elaboración de piezas anatómicas con sustancias diferentes al for- mol en la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad de La Salle. Rev Med Vet. 2011; 22: 51-5.
12. Chuegüe-Vargas N, Cervantes-Amador F, Moreno- Castillo E, Espinosa-Reyes I, Bautista-Pastrana M. Técnica de diafanización en dientes humanos extraí- dos como material didáctico para el conocimiento del sistema de conductos radiculares. Med Oral. 2007; 9 (3): 79-80.
13. Rojas J, Ayala J. V Congreso Colombiano de Morfolo- gía. Experiencias en repleción-diafanización, nueva alternativa docente-investigativa. Int J Morphol. 2010; 28 (1): 337-40.
14. Papakonstantinou M, Pan WR, Roux C, Richardson M. New approach to the study of intraosseous vas- culature. ANZ J Surg. 2012; 82: 704-7.
15. Tamayo LJ, Suárez PA, Cano AI, Cuartas BA, Yepes SA, Mejía CA, et al. Didactic model of the chicken embryo development using modified Dawson’s diaphanization and staining technique. Rev Colomb Cien Pecuar. 2012; 25 (4): 620-4.
16. Schultze O. Uber herstellung and conservirung durchsichtigen embryonen zum stadium der ske- letbildung. In verhandlungen der anatomischen gesellschaft. Anat Anz. 1897; 13: 3-5.
17. Mall FP. On ossification centers in human embryos less than 100 days old. Am J Anat. 1906; 5: 433-58.
18. Dawson AB. A note on the staining of the skeleton of cleared specimens with alizarin red S. Stain Tech. 1926; 1: 123-4.
19. Lipman HJ. Staining the skeleton of cleared embryos with alizarin red S. Stain Tech. 1935; 10: 61-3.
20. Cumley RW, Crow JF, Griflfen AB. Clearing spe- cimens for the demonstration of bone. Stain Tech. 1939; 14: 7-11.
21. Kelly L. Anatomy dissections and student experience at Irish universities, c.1900s-1960s. Studies in History and Philosophy of Biological and Biomedical Sciences. 2011; 42: 467-74. doi:10.1016/j.shpsc.2011.08.001
22. Fonseca-Matheus J, Rojas E, Gallardo J, Peraza M. Efecto conservador de soluciones con bajo contenido de formol y sustancias antisépticas en la perfusión arterial de piezas anatómicas. Gaceta de Ciencias Veterinarias. 2012; 17 (2): 43-8.
23. Coleman R, Kogan I. An improved low-formal- dehyde embalming fluid to preserve cadavers for anatomy teaching. J Anat. 1998; 192 (3): 443-6.
24. Al-Saraj A. Use of saturated sodium chloride solu- tion as a tissue fixative. Iraqi J Veterin Sci. 2010; 24 (1): 53-8.
25. Guimarães da Silva RM, Matera JM, Ribeiro AA. Preservation of cadavers for surgical technique training. Vet Surg. 2004; 33 (6): 606-8.
26. Frizo I, Pickler T, Grotto D, Gerenutti M. Alterations in the reproductive performance of the female rats and fetotoxicity of Lentinula edodes (Shiitake). Repro- duct Toxicol. 2014; 48: 23-36.
27. Gottlieb S, Quesada F, Corte S, Rama F. El esqueleto fetal de la nutria (Myocastor coypus) coloreado con alizarina-alcian blue. Bol Soc Zool Uruguay. 1993; 8: 313-7.
28. Biotti M, Rodríguez E, Fernández M. Comparación de técnicas roentgenográfica y tinción diafanizado, en los centros primarios de osificación del hueso coxal. An Anat Norm. 1984; 2 (2): 133-5.
29. Abreu K, Rodrigues A, Monteiro M, Franciolli L, Costola-Souza C, Roballo C, et al. Estudo microscó- pico e macroscópico, com enfoque radiográfico e de alizarina, no desenvolvimento embrionário e fetal de gatos domésticos (Felis catus) em diferentes idades gestacionais. Pes Vet Bras. 2011; 31: 57-66.
30. Rojas RM, Montenegro RMA. Embriogénesis del área mandibular en oveja y gato. Rev Chil Anat. 1996; 14 (1): 59-66.
31. Bravo R, Valenzuela M, Cáceres F, Soto R. Aplicación de técnica de hidróxido de potasio y glicerina para diafanización dentaria. Internat J Morphol. 2015; 33 (2): 673-7.
32. Yoshida S, Ohshima H, Kobayashi S. Vascularization of the enamel organ in developing molar teeth of rats-scanning electron microscope study of corrosion casts. Okajimas Folia Anat Jpn. 1989; 66 (2-3): 99-111.
33. Saldarriaga B, Pinto A, Ballesteros L. Expresión morfológica de la arteria renal: un estudio anatómico directo en población mestiza colombiana. Internat J Morphol. 2008; 26 (1): 31-8.
34. Rogers M, Sherman R, Spieler R. Studying vas- cularization in fishes using corrosion casting and microscopy: a review. Methods. 2014; 7: 11-5.
35. Viscuso M, Arcamone M, Corrado M, Piscopo A. Va- riaciones del árbol traqueobronquial: metodología de estudio. Rev Arg Anat Online. 2011; 2 (1): 15-22.
36. Arts JHE, Rennen MAJ, Heer CD. Inhaled formal- dehyde: Evaluation of sensory irritation in relation to carcinogenicity. Regulat Toxicol Pharmacol. 2006; 44: 144-60.
37. Minako H, Yoshitaka O, Hideaki C, Syuji Y, Daiju S, Shigetoshi H, et al. The influence of environmental exposure to formaldehyde in nasal mucosa of me- dical students during cadaver dissection. Allergol Internat. 2011; 60 (3): 373-9.
38. Malek F, Möritz K, Fanghanel J. A study on the effect of inhalative formaldehyde exposure on water labyrinth test performance in rats. Ann Anat. 2003; 185 (3): 277-85.
39. Speit G, Schmid O, Frohler-Keller M, Lang I, Triebig G. Assessment of local genotoxic effects of formaldehyde in humans measured by the micronucleus test with exfoliated buccal mucosa cells. Mut Res. 2007; 627: 129-35.
40. Heck H, Casanova M. The implausibility of leukae- mia induction by formaldehyde: a critical review of the biological evidence on distant-site toxicity. Regulat Toxicol Pharmacol. 2004; 40: 92-106.
41. Janczyka P, Weigner J, Luebke-Becker A, Kaessme- yer S, Plendl J. Nitrite pickling salt as an alternative to formaldehyde for embalming in veterinary ana- tomy. A study based on histo- and microbiological analyses. Ann Anat. 2011; 193: 71-5.
42. Fagundes L, Murtaa G, Balthar A, Rodrigues C, Limac W, Silva F. Short-term exposure to formalde- hyde promotes oxidative damage and inflammation in the trachea and diaphragm muscle of adult rats. Ann Anat. 2015; 202: 45-51.
43. Fu-Cheng L, Jia Z, Tao L, Lei Q, Sheng-Dong W, Hajime N, et al. Induction of endoplasmic reticu- lum stress and the modulation of thioredoxin-1 in formaldehyde-induced neurotoxicity. NeuroToxico- logy. 2012; 33: 290-8.
44. Cheng G, Shi YL, Sturla SJ, Jalas JR, McIntee EJ, Villalta PW, et al. Reactions of formaldehyde plus acetaldehyde with deoxyguanosine and DNA: formation of cyclic deoxyguanosine adducts and formaldehyde cross-links. Chem Res Toxicol. 2003; 16: 145-52.
45. Gurel A, Coskun O, Armutcu F, Kanter M, Ozen OA. Vitamin E against oxidative damage caused by formaldehyde in frontal cortex and hippocampus: biochemical and histological studies. J Chem Neuroa- nat. 2005; 29: 173-8.
46. Harris JC, Rumack BH, Aldrich FD. Toxicology of urea formaldehyde and polyurethane foam insula- tion. JAMA. 1981; 245: 243.
47. Lim SK, Kim JC, Moon CJ, Kim GY, Han HJ, Park SH. Formaldehyde induces apoptosis through de- creased Prx 2 via p38 MAPK in lung epithelial cells. Toxicology. 2010; 271: 100-6.
48. Martínez M, Ballut J, Lozano E. Evaluación micros- cópica en conejos (Oryctolagus cuniculus) de biocom- patibilidad de aloimplante de meniscos conservados en glicerina al 98%. Rev Cient. 2012; 22 (4): 332-40.
49. Berrio D, Suárez V, Martínez M. Evaluación geomé- trica de meniscos frescos y conservados en glicerina al 98%. Estudio en conejos (Oryctolagus cunicu- lus). Rev Med Veterin. 2014; 28: 23-30.
50. Muñetón C, Ortiz J. Preparación en glicerina: una técnica para la conservación prolongada de cuerpos en anatomía veterinaria. Rev Med Veterin. 2013; 26: 115-22.
2. Cañizares O, Sarasa N. A didactic proposal for the cognitive problems in human anatomy. Educ Med Super. [Internet]; 2004 [acceso 10 septiembre 2015]; 18 (4): 1-1. Disponible en: http://scielo. sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0864- 21412004000400004&lng=es
3. Vásquez R. La evolución de las técnicas morfológicas. La aportación de Pedro Amat. Del individualismo al trabajo en equipo. Salamanca: Ediciones Universidad de Salamanca; 2014.
4. Condemayta D, Condemayta A, Orós O, Medina M. Estudio comparativo de técnicas de conservación anatómica de especímenes de cadáveres ovinos en altura, utilizando soluciones de formol y prives. Rev Investig Altoandin. 2014; 16 (1): 33-8.
5. Arias L. Exploración de la técnica de plastinación en la preparación de modelos anatómicos como material docente para la enseñanza de la morfología humana en la Universidad Nacional de Colombia. [Internet]. Bogotá; 2010. [acceso 16 mayo 2015]. Disponible en: http://www.bdigital.unal.edu. co/8938/1/05599078.2012.pdf
6. Wolff D, Villa P, Neirreitter A, Ruibal C, Ugon G, Salgado G, et al. Estudio comparativo entre soluciones conservadoras con y sin formol en placenta humana. Int J Morphol. 2012; 30 (2): 432-8.
7. Jones DG. The public display of plastinates as a cha- llenge to the integrity of anatomy. Clin Anat. 2016; 29: 46-54. doi:10.1002/ca.22647
8. Pandit S, Kumar S, Mishra BK. Comparative study of anatomical specimens using plastination by araldite HY103, polypropylene resin, 6170H19 Orthocryl and silicone - A qualitative study. Med J Armed Forces India. 2015; 71 (3): 246-53.
9. Riederer BM. Plastination and its importance in tea- ching anatomy. Critical points for long-term preser- vation of human tissue. J Anat. 2014; 224 (3): 309-15.
10. Duque J, Díaz J. El formol su génesis, normas, aplica- ciones e incidencia sobre la salud humana. Medicina UPB (Medellín). 1999; 18 (1): 35-46.
11. Muñetón C, Ortiz J. Conservación y elaboración de piezas anatómicas con sustancias diferentes al for- mol en la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad de La Salle. Rev Med Vet. 2011; 22: 51-5.
12. Chuegüe-Vargas N, Cervantes-Amador F, Moreno- Castillo E, Espinosa-Reyes I, Bautista-Pastrana M. Técnica de diafanización en dientes humanos extraí- dos como material didáctico para el conocimiento del sistema de conductos radiculares. Med Oral. 2007; 9 (3): 79-80.
13. Rojas J, Ayala J. V Congreso Colombiano de Morfolo- gía. Experiencias en repleción-diafanización, nueva alternativa docente-investigativa. Int J Morphol. 2010; 28 (1): 337-40.
14. Papakonstantinou M, Pan WR, Roux C, Richardson M. New approach to the study of intraosseous vas- culature. ANZ J Surg. 2012; 82: 704-7.
15. Tamayo LJ, Suárez PA, Cano AI, Cuartas BA, Yepes SA, Mejía CA, et al. Didactic model of the chicken embryo development using modified Dawson’s diaphanization and staining technique. Rev Colomb Cien Pecuar. 2012; 25 (4): 620-4.
16. Schultze O. Uber herstellung and conservirung durchsichtigen embryonen zum stadium der ske- letbildung. In verhandlungen der anatomischen gesellschaft. Anat Anz. 1897; 13: 3-5.
17. Mall FP. On ossification centers in human embryos less than 100 days old. Am J Anat. 1906; 5: 433-58.
18. Dawson AB. A note on the staining of the skeleton of cleared specimens with alizarin red S. Stain Tech. 1926; 1: 123-4.
19. Lipman HJ. Staining the skeleton of cleared embryos with alizarin red S. Stain Tech. 1935; 10: 61-3.
20. Cumley RW, Crow JF, Griflfen AB. Clearing spe- cimens for the demonstration of bone. Stain Tech. 1939; 14: 7-11.
21. Kelly L. Anatomy dissections and student experience at Irish universities, c.1900s-1960s. Studies in History and Philosophy of Biological and Biomedical Sciences. 2011; 42: 467-74. doi:10.1016/j.shpsc.2011.08.001
22. Fonseca-Matheus J, Rojas E, Gallardo J, Peraza M. Efecto conservador de soluciones con bajo contenido de formol y sustancias antisépticas en la perfusión arterial de piezas anatómicas. Gaceta de Ciencias Veterinarias. 2012; 17 (2): 43-8.
23. Coleman R, Kogan I. An improved low-formal- dehyde embalming fluid to preserve cadavers for anatomy teaching. J Anat. 1998; 192 (3): 443-6.
24. Al-Saraj A. Use of saturated sodium chloride solu- tion as a tissue fixative. Iraqi J Veterin Sci. 2010; 24 (1): 53-8.
25. Guimarães da Silva RM, Matera JM, Ribeiro AA. Preservation of cadavers for surgical technique training. Vet Surg. 2004; 33 (6): 606-8.
26. Frizo I, Pickler T, Grotto D, Gerenutti M. Alterations in the reproductive performance of the female rats and fetotoxicity of Lentinula edodes (Shiitake). Repro- duct Toxicol. 2014; 48: 23-36.
27. Gottlieb S, Quesada F, Corte S, Rama F. El esqueleto fetal de la nutria (Myocastor coypus) coloreado con alizarina-alcian blue. Bol Soc Zool Uruguay. 1993; 8: 313-7.
28. Biotti M, Rodríguez E, Fernández M. Comparación de técnicas roentgenográfica y tinción diafanizado, en los centros primarios de osificación del hueso coxal. An Anat Norm. 1984; 2 (2): 133-5.
29. Abreu K, Rodrigues A, Monteiro M, Franciolli L, Costola-Souza C, Roballo C, et al. Estudo microscó- pico e macroscópico, com enfoque radiográfico e de alizarina, no desenvolvimento embrionário e fetal de gatos domésticos (Felis catus) em diferentes idades gestacionais. Pes Vet Bras. 2011; 31: 57-66.
30. Rojas RM, Montenegro RMA. Embriogénesis del área mandibular en oveja y gato. Rev Chil Anat. 1996; 14 (1): 59-66.
31. Bravo R, Valenzuela M, Cáceres F, Soto R. Aplicación de técnica de hidróxido de potasio y glicerina para diafanización dentaria. Internat J Morphol. 2015; 33 (2): 673-7.
32. Yoshida S, Ohshima H, Kobayashi S. Vascularization of the enamel organ in developing molar teeth of rats-scanning electron microscope study of corrosion casts. Okajimas Folia Anat Jpn. 1989; 66 (2-3): 99-111.
33. Saldarriaga B, Pinto A, Ballesteros L. Expresión morfológica de la arteria renal: un estudio anatómico directo en población mestiza colombiana. Internat J Morphol. 2008; 26 (1): 31-8.
34. Rogers M, Sherman R, Spieler R. Studying vas- cularization in fishes using corrosion casting and microscopy: a review. Methods. 2014; 7: 11-5.
35. Viscuso M, Arcamone M, Corrado M, Piscopo A. Va- riaciones del árbol traqueobronquial: metodología de estudio. Rev Arg Anat Online. 2011; 2 (1): 15-22.
36. Arts JHE, Rennen MAJ, Heer CD. Inhaled formal- dehyde: Evaluation of sensory irritation in relation to carcinogenicity. Regulat Toxicol Pharmacol. 2006; 44: 144-60.
37. Minako H, Yoshitaka O, Hideaki C, Syuji Y, Daiju S, Shigetoshi H, et al. The influence of environmental exposure to formaldehyde in nasal mucosa of me- dical students during cadaver dissection. Allergol Internat. 2011; 60 (3): 373-9.
38. Malek F, Möritz K, Fanghanel J. A study on the effect of inhalative formaldehyde exposure on water labyrinth test performance in rats. Ann Anat. 2003; 185 (3): 277-85.
39. Speit G, Schmid O, Frohler-Keller M, Lang I, Triebig G. Assessment of local genotoxic effects of formaldehyde in humans measured by the micronucleus test with exfoliated buccal mucosa cells. Mut Res. 2007; 627: 129-35.
40. Heck H, Casanova M. The implausibility of leukae- mia induction by formaldehyde: a critical review of the biological evidence on distant-site toxicity. Regulat Toxicol Pharmacol. 2004; 40: 92-106.
41. Janczyka P, Weigner J, Luebke-Becker A, Kaessme- yer S, Plendl J. Nitrite pickling salt as an alternative to formaldehyde for embalming in veterinary ana- tomy. A study based on histo- and microbiological analyses. Ann Anat. 2011; 193: 71-5.
42. Fagundes L, Murtaa G, Balthar A, Rodrigues C, Limac W, Silva F. Short-term exposure to formalde- hyde promotes oxidative damage and inflammation in the trachea and diaphragm muscle of adult rats. Ann Anat. 2015; 202: 45-51.
43. Fu-Cheng L, Jia Z, Tao L, Lei Q, Sheng-Dong W, Hajime N, et al. Induction of endoplasmic reticu- lum stress and the modulation of thioredoxin-1 in formaldehyde-induced neurotoxicity. NeuroToxico- logy. 2012; 33: 290-8.
44. Cheng G, Shi YL, Sturla SJ, Jalas JR, McIntee EJ, Villalta PW, et al. Reactions of formaldehyde plus acetaldehyde with deoxyguanosine and DNA: formation of cyclic deoxyguanosine adducts and formaldehyde cross-links. Chem Res Toxicol. 2003; 16: 145-52.
45. Gurel A, Coskun O, Armutcu F, Kanter M, Ozen OA. Vitamin E against oxidative damage caused by formaldehyde in frontal cortex and hippocampus: biochemical and histological studies. J Chem Neuroa- nat. 2005; 29: 173-8.
46. Harris JC, Rumack BH, Aldrich FD. Toxicology of urea formaldehyde and polyurethane foam insula- tion. JAMA. 1981; 245: 243.
47. Lim SK, Kim JC, Moon CJ, Kim GY, Han HJ, Park SH. Formaldehyde induces apoptosis through de- creased Prx 2 via p38 MAPK in lung epithelial cells. Toxicology. 2010; 271: 100-6.
48. Martínez M, Ballut J, Lozano E. Evaluación micros- cópica en conejos (Oryctolagus cuniculus) de biocom- patibilidad de aloimplante de meniscos conservados en glicerina al 98%. Rev Cient. 2012; 22 (4): 332-40.
49. Berrio D, Suárez V, Martínez M. Evaluación geomé- trica de meniscos frescos y conservados en glicerina al 98%. Estudio en conejos (Oryctolagus cunicu- lus). Rev Med Veterin. 2014; 28: 23-30.
50. Muñetón C, Ortiz J. Preparación en glicerina: una técnica para la conservación prolongada de cuerpos en anatomía veterinaria. Rev Med Veterin. 2013; 26: 115-22.
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Publicado
2015-12-01
Número
Sección
Artículos de investigación científica y tecnológica original
Cómo citar
Rivera Cardona, G. a A., García, A., & Moreno Gómez, F. A. (2015). Técnica de diafanización con alizarina para el estudio del desarrollo óseo. Revista Colombiana Salud Libre, 10(2), 109-115. https://doi.org/10.18041/1900-7841/rcslibre.2015v10n2.1430
